wiadomości o firmie Najnowsze badania: Wzór rozmieszczenia osłabionych szczepów afrykańskiego pomoru świń w obwodowych narządach limfatycznych świń

4 listopada 2025 r. zespół badawczy z Narodowego Centrum Chorób Zwierząt Egzotycznych Kanadyjskiej Agencji Kontroli Żywności opublikował nowe badanie w czasopiśmie *Viruses*, donoszące o dynamice dystrybucji genomu wirusowego w obwodowych narządach limfatycznych świń po zakażeniu doustno-nosowym umiarkowanie wirulentnym szczepem wirusa afrykańskiego pomoru świń.

Najważniejsze informacje z badań

* Po raz pierwszy w tym badaniu systematycznie przedstawiono czasowo-przestrzenną dystrybucję genomu wirusowego osłabionych szczepów afrykańskiego pomoru świń Estonia 2014 (genotyp II) i Malta’78 (genotyp I) w obwodowych narządach limfatycznych świń po zakażeniu doustno-nosowym, porównując różnice między dwoma szczepami. Estonia 2014 została wykryta wcześniej i skutkowała szybszą śmiertelnością świń, podczas gdy Malta’78 miała dłuższy okres przeżycia.

* Badanie to potwierdziło, że genom wirusowy można wykryć w powierzchownych węzłach chłonnych pachwinowych (SILN) już po 2-3 dniach po zakażeniu, osiągając szczyt po 5-9 dniach i jest wysoce zsynchronizowany z obciążeniem wirusowym w śledzionie.

* Dziewięć martwych świń było w 100% pozytywnych w SILN, z wartościami Ct różniącymi się od próbek śledziony o mniej niż jeden cykl. Rozwiązało to problemy operacyjne próbek zalecanych przez WOAH (wymagających sekcji zwłok i podatnych na zanieczyszczenia), ustanawiając złoty standard dla pasywnego monitoringu bez wycięcia narządów wewnętrznych.

* Przeżywające świnie wykazywały trend eliminacji wirusa w 10-18 dni po zakażeniu (dpi), ze stale rosnącymi wartościami Ct w SILN, dostarczając dowodów molekularnych dla "oceny powrotu do zdrowia".

* Potrójny test diagnostyczny łączący histopatologię, immunohistochemię (IHC) i hybrydyzację in situ (ISH) wykazał, że wirus infekuje tylko makrofagi/komórki dendrytyczne → komórki te wydzielają cytokiny prozapalne → limfocyty, bez infekcji wirusowej, ulegają apoptozie/nekrozie → ostatecznie prowadząc do uszkodzenia tkanki limfoidalnej (martwica krwotoczna), wyjaśniając pośredni mechanizm uszkodzenia immunologicznego.

W badaniu tym wykorzystano dwa umiarkowanie wirulentne szczepy, ASFV Estonia 2014 i ASFV Malta’78, do przeprowadzenia eksperymentów na świniach z wykorzystaniem symulowanej metody transmisji kontaktowej w terenie. Systematycznie analizowano dynamiczną dystrybucję wirusa we krwi, śledzionie, migdałkach i różnych powierzchownych węzłach chłonnych.

Wyniki wykazały, że wirus można wykryć w powierzchownych węzłach chłonnych pachwinowych 2-3 dni po zakażeniu, osiągając szczyt po 5-9 dniach. Badanie dodatkowo potwierdziło, że zawartość genomu wirusowego w śledzionie martwych świń była wysoce zgodna z zawartością w SILN (węzeł chłonny śledzionowo-jelitowy), co potwierdza, że SILN jest wysoce wydajnym rodzajem próbki do badania martwych świń pod kątem afrykańskiego pomoru świń.

Wprowadzenie

Afrykański pomór świń (ASF) jest powszechny na całym świecie. Pasywny monitoring oparty na usunięciu śledziony jest czasochłonny, pracochłonny i wiąże się z wysokim ryzykiem bezpieczeństwa biologicznego. Zespół Centrum Chorób Zewnętrznych (NCFAD) Kanadyjskiej Agencji Kontroli Żywności zaproponował w 2022 r. hipotezę, że "SILN może zastąpić śledzionę", ale brakuje danych dotyczących jej przydatności we wczesnym stadium infekcji oraz tego, czy osłabione szczepy są podobnie dystrybuowane. Celem tego badania jest wypełnienie tej luki.

Wyniki

1. Różnice w czasie wykrywania wirusa:

Wirus w świń zakażonych ASFV Estonia 2014 zaczął się pojawiać po 2 dniach po zakażeniu (dpi), podczas gdy u świń zakażonych ASFV Malta’78 po 3 dniach po zakażeniu; oba wirusy były wykrywalne w SILN po 3 dniach po zakażeniu, a obciążenie wirusowe wzrastało szybko w czasie.

Rysunek 1. Rozkład genomu szczepu wirusa afrykańskiego pomoru świń Estonia 2014 u poszczególnych świń (a-c) i codzienne średnie wyniki wykrywania (z błędem standardowym średnich wartości Ct) (d-f)

(a, d) pokazują dystrybucję we krwi pełnej, śledzionie i migdałkach; (b, e) pokazują dystrybucję w powierzchownych węzłach chłonnych pachwinowych (SILN), węzłach chłonnych żuchwowych (SLN) i powierzchownych węzłach chłonnych szyjnych (SCLN); (c, f) pokazują dystrybucję w węzłach chłonnych podkolanowych (PLN), przednich węzłach chłonnych udowych (PFLN) i węzłach chłonnych żołądkowo-wątrobowych (GHLN). Paski błędów na rysunku reprezentują błąd standardowy (SEM) wartości Ct w każdym punkcie czasowym i dla każdego rodzaju próbki.

2. Wzorce szczytowe i eliminacji:

Obciążenie wirusowe ASFV Estonia 2014 w narządach limfoidalnych osiągnęło szczyt po 7-9 dniach po zakażeniu, podczas gdy ASFV Malta’78 po 5-7 dniach po zakażeniu. Poziomy SILN u martwych świń były porównywalne z poziomami w śledzionie, podczas gdy obciążenie wirusowe w obwodowych narządach limfoidalnych przeżywających świń stopniowo malało, wskazując na eliminację wirusa.

Rysunek 2. Obserwacja histopatologiczna i dystrybucja wirusa w powierzchownych węzłach chłonnych pachwinowych (SILN) prosiąt po doustno-nosowym zaszczepieniu umiarkowanie wirulentnym szczepem Estonia 2014 wirusa afrykańskiego pomoru świń.

W 3 dniu po zaszczepieniu (3 dpi) nie zaobserwowano istotnych zmian histopatologicznych: (a) Immunohistochemia (IHC) wykazała rozproszone pojedyncze komórki dodatnie dla antygenu wirusa afrykańskiego pomoru świń (ASFV) (strzałka); (b) Hybrydyzacja in situ (ISH) wykryła RNA ASFV o podobnym rozkładzie (strzałka).

W 4 dniu po zaszczepieniu (4 dpi) zaobserwowano wieloogniskowe obszary krwotoczne w korze i połączeniu korowo-rdzeniowym (d, strzałka). IHC wykazała wyraźne rozproszone plamy barwienia pojedynczych komórek (e, strzałka), a materiał genomowy wirusa wykryty przez ISH (f) wykazał ten sam rozkład i intensywność.

W 5 dniu po zaszczepieniu (5 dpi) pojawiła się wieloogniskowa martwica z krwotokiem, głównie wzdłuż połączenia korowo-rdzeniowego (g, strzałka). Antygen wirusowy (h) i RNA wirusowy (i) wykryto w odpowiednich obszarach zmian martwiczych oraz w rozproszonych komórkach podobnych do makrofagów w całej tkance.

W 7 dniu po zaszczepieniu (7 dpi) zaobserwowano rozległe krwotoki i martwicę w połączeniu korowo-rdzeniowym i w całym wieloogniskowym obszarze kory (j, strzałka). Duża liczba antygenów wirusa afrykańskiego pomoru świń była obecna w połączeniu korowo-rdzeniowym, a także znaleziono niektóre rozproszone komórki dodatnie w korze (k). W porównaniu z poprzednimi punktami czasowymi, poziom wykrywania kwasu nukleinowego wirusa był w tym czasie obniżony (l).

W 9 dniu po zaszczepieniu (9 dpi) zaobserwowano rozległą martwicę i krwotok w całym węźle chłonnym (m, strzałka), w tym degenerację komórek śródbłonka (m, wstawka pokazująca większe powiększenie obszaru martwiczego). Poziomy antygenu wirusowego (n) i kwasu nukleinowego wirusowego (o) wykryte w całym wieloogniskowym obszarze węzła chłonnego były niższe niż te obserwowane w 7 dpi. Jednak antygeny wirusowe nadal obserwowano w komórkach śródbłonka naczyń (n, o wstawka).

W 11 dniu po zaszczepieniu (11 dpi) zaobserwowano umiarkowaną martwicę (p), ale barwienie immunohistochemiczne było znacznie zredukowane (q, r).

3. Wartość użytkowa SILN:

Pobieranie próbek SILN nie wymaga sekcji zwłok, a wskaźnik wykrywania wirusa u martwych świń jest zgodny z tym w śledzionie. Można go stabilnie wykryć we wczesnym stadium infekcji (po 3 dpi), co czyni go idealną alternatywną próbką do badania martwych świń.

Rysunek 3. Rozkład genomu wirusa afrykańskiego pomoru świń Malta’78 u poszczególnych świń (a-c) i średnie dzienne wyniki wykrywania (z błędem standardowym średniej wartości Ct) (d-f)

(a,d) pokazują dystrybucję we krwi pełnej, śledzionie i migdałkach; (b,e) pokazują dystrybucję w powierzchownych węzłach chłonnych pachwinowych (SILN), podżuchwowych węzłach chłonnych (SLN) i powierzchownych węzłach chłonnych szyjnych (SCLN); (c,f) pokazują dystrybucję w węzłach chłonnych podkolanowych (PLN), przednich węzłach chłonnych udowych (PFLN) i węzłach chłonnych żołądkowo-wątrobowych (GHLN). Paski błędów na rysunku reprezentują błąd standardowy (SEM) wartości Ct w każdym punkcie czasowym i dla każdego rodzaju próbki.

4. Walidacja patologiczna i molekularna:

Wyniki immunohistochemiczne i hybrydyzacji in situ potwierdziły, że trendy dystrybucji antygenów wirusowych i kwasów nukleinowych w SILN były zgodne z wynikami PCR w czasie rzeczywistym. Zmiany patologiczne, takie jak martwica tkanki limfoidalnej i krwotok, zaobserwowano w późniejszych stadiach infekcji, a proces eliminacji wirusa był zsynchronizowany z naprawą uszkodzeń patologicznych.

Rysunek 4. Obserwacja histopatologiczna i dystrybucja wirusa w powierzchownych węzłach chłonnych pachwinowych (SILN) prosiąt po doustno-nosowym zaszczepieniu umiarkowanie wirulentnym szczepem Malta’78 wirusa afrykańskiego pomoru świń.

W 4 dniu po zaszczepieniu (4 dpi) nie zaobserwowano oczywistych zmian w sekcjach HE (a). Rozproszone, podobne do makrofagów pojedyncze komórki zaobserwowano za pomocą immunohistochemii (IHC) (b, strzałka) i hybrydyzacji in situ (ISH) (c, strzałka).

W 5 dniu po zaszczepieniu (5 dpi) zaobserwowano niewielką liczbę małych ognisk martwiczych w rdzeniu (d, strzałka). Obfity antygen wirusa afrykańskiego pomoru świń (ASFV) (e) i RNA wirusowy (f) wykryto w komórkach o morfologii zgodnej z makrofagami i komórkami dendrytycznymi.

W 7 dniu po zaszczepieniu (7 dpi) pojawiły się obszary martwicy rdzenia (g, strzałka). W porównaniu z 5 dpi, ilość wykrytego antygenu ASFV (h) i RNA wirusowego (i) została zredukowana.

W 10 dniu po zaszczepieniu (10 dpi) zaobserwowano krwotok i martwicę, głównie w połączeniu korowo-rdzeniowym (j), z towarzyszącymi słabymi sygnałami barwienia immunohistochemicznego (k, l).

W 18 dniu po zaszczepieniu (18 dpi) zaobserwowano reaktywną hiperplazję (m) w tkance SILN i nie zaobserwowano istotnych sygnałów barwienia ani przez IHC (n), ani przez ISH (o).

Wnioski

Badanie to systematycznie wyjaśniło dynamikę dystrybucji dwóch umiarkowanie wirulentnych szczepów ASFV w obwodowych narządach limfoidalnych świń po zakażeniu doustno-nosowym za pomocą eksperymentów na zwierzętach. Badanie wykazało, że wirus szybko rozprzestrzenił się do powierzchownych węzłów chłonnych pachwinowych (SILN) po zakażeniu, a obciążenie wirusowe w SILN wszystkich zmarłych świń pozostało wysoce zgodne z tym w śledzionie, potwierdzając w ten sposób z perspektywy patogennej, że SILN ma solidną podstawę naukową jako próbka przesiewowa dla świń dotkniętych ASF.

Warto podkreślić, że badanie to wyjaśniło również granice stosowalności tej metody pobierania próbek: potencjalnie przeżywające zakażone świnie będą stopniowo eliminować wirusa z obwodowych węzłów chłonnych, a obciążenie wirusowe i zmienność w węzłach chłonnych są niskie we wczesnych stadiach infekcji i w okresie rekonwalescencji. Dlatego SILN nadaje się głównie do szybkiego badania martwych lub umierających świń i nie jest zalecany do rutynowego nadzoru patogenów we wczesnym stadium infekcji lub u przeżywających zwierząt.

Odkrycia tego badania mają jasne praktyczne znaczenie: pobieranie próbek SILN nie wymaga sekcji zwłok, jest proste i szybkie w obsłudze i może znacznie zmniejszyć trudności w pobieraniu próbek w terenie i ryzyko bezpieczeństwa biologicznego. Zapewnia kluczowe wsparcie techniczne dla optymalizacji programów pasywnego nadzoru ASF, szczególnie w celu poprawy zdolności do wczesnego wykrywania ognisk choroby.