новости компании о Последние исследования: Распространение ослабленных штаммов африканской чумы свиней в периферических лимфоидных органах свиней

4 ноября 2025 года исследовательская группа из Национального центра болезней экзотических животных Канадского агентства по контролю за продуктами питания опубликовала новое исследование в журнале *Viruses*, сообщающее о динамике распространения вирусного генома в периферических лимфоидных органах свиней после оро-назального заражения умеренно вирулентным штаммом вируса африканской чумы свиней.

Основные моменты исследования

* Впервые в этом исследовании систематически описано пространственно-временное распределение вирусного генома ослабленных штаммов африканской чумы свиней Estonia 2014 (генотип II) и Malta’78 (генотип I) в периферических лимфоидных органах свиней после оро-назального заражения, сравнивая различия между двумя штаммами. Estonia 2014 была обнаружена раньше и привела к более быстрой смертности свиней, в то время как Malta’78 имела более длительный период выживания.

* Это исследование подтвердило, что вирусный геном можно обнаружить в поверхностных паховых лимфатических узлах (SILN) уже через 2-3 дня после заражения, достигая пика через 5-9 дней, и это в высокой степени синхронизировано с вирусной нагрузкой в селезенке.

* У девяти погибших свиней было 100% положительных результатов SILN, при этом значения Ct отличались от образцов селезенки менее чем на один цикл. Это решило операционные проблемы рекомендованных WOAH образцов (требующих вскрытия и подверженных загрязнению), установив золотой стандарт для пассивного мониторинга без потрошения.

* Выжившие свиньи показали тенденцию к очищению от вируса на 10-18 день после заражения, с постоянно растущими значениями Ct SILN, предоставляя молекулярные доказательства для «оценки выздоровления».

* Тройной диагностический тест, сочетающий гистопатологию, иммуногистохимию (IHC) и гибридизацию in situ (ISH), показал, что вирус инфицирует только макрофаги/дендритные клетки → эти клетки секретируют провоспалительные цитокины → лимфоциты, без вирусной инфекции, подвергаются апоптозу/некрозу → в конечном итоге приводя к повреждению лимфоидной ткани (геморрагический некроз), разъясняя непрямой механизм иммунного повреждения.

В этом исследовании использовались два умеренно вирулентных штамма, ASFV Estonia 2014 и ASFV Malta’78, для проведения экспериментов на свиньях с использованием метода моделирования контактной передачи в полевых условиях. Было систематически проанализировано динамическое распределение вируса в крови, селезенке, миндалинах и различных поверхностных лимфатических узлах.

Результаты показали, что вирус можно обнаружить в поверхностных паховых лимфатических узлах через 2-3 дня после заражения, достигая пика через 5-9 дней. Исследование дополнительно подтвердило, что содержание вирусного генома в селезенке погибших свиней в высокой степени соответствовало таковому в SILN (селезенка-кишечный лимфатический узел), подтверждая, что SILN является высокоэффективным типом образца для скрининга погибших свиней на африканскую чуму свиней.

Введение

Африканская чума свиней (АЧС) свирепствует во всем мире. Пассивный мониторинг, основанный на удалении селезенки, является трудоемким, трудозатратным и несет высокие риски биобезопасности. Команда Центра болезней экзотических животных Канадского агентства по контролю за продуктами питания (NCFAD) выдвинула гипотезу о том, что «SILN может заменить селезенку» в 2022 году, но данных о ее применимости на ранней стадии инфекции и о том, распространяются ли ослабленные штаммы аналогичным образом, по-прежнему не хватает. Это исследование направлено на заполнение этого пробела.

Результаты

1. Различия во времени обнаружения вируса:

Вирусемия у свиней, инфицированных ASFV Estonia 2014, началась через 2 дня после заражения (dpi), в то время как у свиней, инфицированных ASFV Malta’78, она началась через 3 дня после заражения; оба вируса были обнаружены в SILN через 3 дня после заражения, и вирусная нагрузка быстро увеличивалась со временем.

Рисунок 1. Геномное распределение штамма вируса африканской чумы свиней Estonia 2014 у отдельных свиней (a-c) и результаты ежедневного среднего обнаружения (со стандартной ошибкой средних значений Ct) (d-f)

(a, d) показывают распределение в цельной крови, селезенке и миндалинах; (b, e) показывают распределение в поверхностных паховых лимфатических узлах (SILN), нижнечелюстных лимфатических узлах (SLN) и поверхностных шейных лимфатических узлах (SCLN); (c, f) показывают распределение в подколенных лимфатических узлах (PLN), передних бедренных лимфатических узлах (PFLN) и желудочно-печеночных лимфатических узлах (GHLN). Полосы погрешностей на рисунке представляют стандартную ошибку (SEM) значений Ct в каждой временной точке и для каждого типа образца.

2. Пиковые и клиренс-паттерны:

Вирусная нагрузка ASFV Estonia 2014 в лимфоидных органах достигла пика на 7-9 день после заражения, в то время как у ASFV Malta’78 - на 5-7 день после заражения. Уровни SILN у погибших свиней были сопоставимы с уровнями в селезенке, в то время как вирусная нагрузка в периферических лимфоидных органах выживших свиней постепенно снижалась, указывая на клиренс вируса.

Рисунок 2. Гистопатологическое наблюдение и распределение вируса в поверхностных паховых лимфатических узлах (SILN) поросят после оро-назального заражения умеренно вирулентным штаммом Estonia 2014 вируса африканской чумы свиней.

На 3 день после заражения (3 dpi) значительных гистопатологических изменений не наблюдалось: (a) Иммуногистохимия (IHC) показала рассеянные отдельные клетки, положительные на антиген вируса африканской чумы свиней (ASFV) (стрелка); (b) Гибридизация in situ (ISH) обнаружила РНК ASFV с аналогичным распределением (стрелка).

На 4 день после заражения (4 dpi) наблюдались многоочаговые области кровоизлияний в коре и кортикомедуллярном соединении (d, стрелка). IHC показала очевидные рассеянные пятна окрашивания отдельных клеток (e, стрелка), а вирусный геномный материал, обнаруженный с помощью ISH (f), показал такое же распределение и интенсивность.

На 5 день после заражения (5 dpi) появился многоочаговый некроз с кровоизлиянием, главным образом вдоль кортикомедуллярного соединения (g, стрелка). Вирусный антиген (h) и вирусная РНК (i) были обнаружены в соответствующих областях некротических поражений и в рассеянных клетках, подобных макрофагам, по всей ткани.

На 7 день после заражения (7 dpi) наблюдались обширные кровоизлияния и некроз в кортикомедуллярном соединении и по всей многоочаговой области коры (j, стрелка). Большое количество антигенов вируса африканской чумы свиней присутствовало в кортикомедуллярном соединении, а также были обнаружены некоторые рассеянные положительные клетки в коре (k). По сравнению с предыдущими временными точками уровень обнаружения вирусной нуклеиновой кислоты в это время был снижен (l).

На 9 день после заражения (9 dpi) наблюдались обширный некроз и кровоизлияния по всему лимфатическому узлу (m, стрелка), включая дегенерацию эндотелиальных клеток (m, вставка, показывающая большее увеличение некротической области). Уровни вирусного антигена (n) и вирусной нуклеиновой кислоты (o), обнаруженные по всей многоочаговой области лимфатического узла, были ниже, чем наблюдаемые на 7 день после заражения. Однако вирусные антигены все еще наблюдались в клетках эндотелия сосудов (n, o вставка).

На 11 день после заражения (11 dpi) наблюдался умеренный некроз (p), но иммуноокрашивание было значительно снижено (q, r).

3. Прикладное значение SILN:

Взятие образцов SILN не требует вскрытия, а частота обнаружения вируса у погибших свиней соответствует таковой в селезенке. Его можно стабильно обнаруживать на ранней стадии инфекции (после 3 dpi), что делает его идеальным альтернативным образцом для скрининга погибших свиней.

Рисунок 3. Геномное распределение вируса африканской чумы свиней Malta’78 у отдельных свиней (a-c) и средние результаты ежедневного обнаружения (со стандартной ошибкой среднего значения Ct) (d-f)

(a,d) показывают распределение в цельной крови, селезенке и миндалинах; (b,e) показывают распределение в поверхностных паховых лимфатических узлах (SILN), подчелюстных лимфатических узлах (SLN) и поверхностных шейных лимфатических узлах (SCLN); (c,f) показывают распределение в подколенных лимфатических узлах (PLN), передних бедренных лимфатических узлах (PFLN) и желудочно-печеночных лимфатических узлах (GHLN). Полосы погрешностей на рисунке представляют стандартную ошибку (SEM) значений Ct в каждой временной точке и для каждого типа образца.

4. Патологическая и молекулярная валидация:

Результаты иммуногистохимического и гибридизационного анализа in situ подтвердили, что тенденции распределения вирусных антигенов и нуклеиновых кислот в SILN соответствовали результатам ПЦР в реальном времени. Патологические изменения, такие как некроз лимфоидной ткани и кровоизлияния, наблюдались на поздних стадиях инфекции, а процесс очищения от вируса был синхронизирован с восстановлением патологических повреждений.

Рисунок 4. Гистопатологическое наблюдение и распределение вируса в поверхностных паховых лимфатических узлах (SILN) поросят после оро-назального заражения умеренно вирулентным штаммом Malta’78 вируса африканской чумы свиней.

На 4 день после заражения (4 dpi) в срезах HE не наблюдалось очевидных поражений (a). Рассеянные, подобные макрофагам отдельные клетки наблюдались с помощью иммуногистохимии (IHC) (b, стрелка) и гибридизации in situ (ISH) (c, стрелка).

На 5 день после заражения (5 dpi) небольшое количество небольших некротических очагов наблюдалось в мозговом веществе (d, стрелка). Обнаружено большое количество антигена вируса африканской чумы свиней (ASFV) (e) и вирусной РНК (f) в клетках с морфологией, соответствующей макрофагам и дендритным клеткам.

На 7 день после заражения (7 dpi) появились области некроза мозгового вещества (g, стрелка). По сравнению с 5 dpi, количество обнаруженного антигена ASFV (h) и вирусной РНК (i) уменьшилось.

На 10 день после заражения (10 dpi) кровоизлияния и некроз наблюдались в основном в кортико-медуллярном соединении (j), сопровождаясь слабыми сигналами иммуноокрашивания (k, l).

На 18 день после заражения (18 dpi) наблюдалась реактивная гиперплазия (m) в ткани SILN, и значительных сигналов окрашивания не наблюдалось ни с помощью IHC (n), ни с помощью ISH (o).

Заключение

В этом исследовании систематически изучена динамика распределения двух умеренно вирулентных штаммов ASFV в периферических лимфоидных органах свиней после оро-назального заражения с помощью экспериментов на животных. Исследование показало, что вирус быстро распространился в поверхностные паховые лимфатические узлы (SILN) после заражения, и вирусная нагрузка в SILN всех погибших свиней оставалась в высокой степени согласованной с таковой в селезенке, подтверждая, таким образом, с патогенной точки зрения, что SILN имеет прочную научную основу в качестве образца для скрининга свиней, пораженных АЧС.

Стоит подчеркнуть, что это исследование также уточнило границы применимости этого метода отбора проб: потенциально выжившие инфицированные свиньи будут постепенно очищать вирус из своих периферических лимфатических узлов, а вирусная нагрузка и изменчивость в лимфатических узлах низки на ранних стадиях инфекции и в период выздоровления. Поэтому SILN в основном подходит для быстрого скрининга погибших или умирающих свиней и не рекомендуется для рутинного надзора за патогенами на ранней стадии инфекции или у выживших животных.

Результаты этого исследования имеют четкое практическое значение: отбор проб SILN не требует вскрытия туши, прост и быстр в эксплуатации и может значительно снизить трудности отбора проб на месте и риски биобезопасности. Он обеспечивает ключевую техническую поддержку для оптимизации программ пассивного надзора за АЧС, особенно для улучшения способности обнаруживать вспышки на ранней стадии.